介绍
糖尿病 (DM) 是一组影响碳水化合物、脂质和蛋白质代谢的代谢紊乱疾病1。糖尿病及其相关合并症的全球患病率不断增加，使糖尿病成为二十一世纪备受关注的疾病之一。随着 DM 患病率的不断增加，眼部并发症（DM 合并症之一）已成为全球失明的主要原因2。研究表明，超过 25% 的糖尿病患者患有眼部并发症，例如：视网膜病变、青光眼、白内障、暗点和角膜异常（统称为糖尿病性角膜病变）3–7。

尽管许多研究都集中在糖尿病视网膜病变 (DR)，但很少有研究调查糖尿病角膜并发症2。由于据报道角膜并发症是导致失明的第三大原因，对患者生活的视觉质量造成严重损害，因此该领域的研究变得必要8,9，流行病学研究报道，约70%的糖尿病患者在DM过程中出现角膜并发症/病理7,10。

眼部并发症发病机制的关键元凶之一是氧化应激11。眼睛比其他身体组织更容易受到氧化应激的影响，因为它持续暴露于环境化学物质、辐射和大气中的氧气，其膜结合多不饱和脂肪酸水平较高，葡萄糖氧化和氧气利用率较高。高血糖引起的氧化应激会引发线粒体功能障碍和活性氧（ROS）积累，从而耗尽抗氧化防御系统。这导致角膜上皮细胞密度下降和上皮功能丧失，从而参与糖尿病角膜并发症的发病机制2,9,11。

慢性高血糖还会导致细胞因子和趋化因子等促炎介质的表达增加，以及促凋亡基因的过度表达，从而导致糖尿病眼部疾病（包括角膜并发症）的发生和进展2,12。事实上，肿瘤坏死因子-a (TNF-a)、白细胞介素和血管内皮生长因子 (VEGF) 等炎症介质可引起角膜形态变化，导致角膜功能下降2,12。尽管高血糖导致失明的确切方式尚未完全清楚，但已经提出了几种机制，例如全身和眼内形成 ROS 和促炎细胞因子，从而导致病理和生化变化，例如蛋白质糖化（如 HbA1C 中所示）和晚期糖基化终末产物 (AGE) 形成、血管基底膜增厚导致 VEGF 表达和细胞信号传导增加13–17 号。

虽然目前正在使用多种干预措施（二甲双胍、格列本脲、阿卡波糖等）来治疗糖尿病，但尚未发现这些药物在预防糖尿病并发症进展或治疗这些糖尿病并发症方面非常有效。此外，它们的使用也与不良反应有关。因此，目前正在寻求可用于治疗糖尿病并防止其进展为包括眼部并发症在内的并发症的替代方法。使用补充剂和植物化合物来增强人体的抗氧化系统可以防止活性氧的过度产生以及糖尿病和相关并发症（包括眼部并发症的发生）的发生11这可能会导致视力丧失。

没食子酸 (GA) 是一种植物多酚，存在于蔬菜、葡萄、浆果、茶、果汁和葡萄酒中。没食子酸的一些药理学特性包括抗氧化、抗肥胖、抗炎、抗突变、心脏保护、抗菌、抗癌和抗高血糖特性18,19。

格列本脲 (GBL) 是第二代磺酰脲类药物，通过阻断 ATP 敏感的 K +通道和去极化胰腺 β 细胞，引发胰岛素释放，从而实现血糖控制20,21。据报道，该药物可有效降低血浆葡萄糖浓度，并将 HbA1C 降低约 1% 至 2%22。此外，GBL 在 DM 实验模型中减轻氧化应激生物标志物的能力已被报道21。

近几十年来，人们对使用联合疗法治疗不同的医疗状况越来越感兴趣21。这种方法特别推荐用于糖尿病治疗，以改善治疗结果、维持 HbA1C 的正常生理水平、预防微血管和大血管并发症的发生并减轻潜在的不良反应21,23,24。鉴于 GA 和 GBL 单一疗法已被报道用于治疗实验动物的 DM18–21联合疗法对人类或实验动物糖尿病管理的效果尚未有报道。

考虑到全球糖尿病患病率不断上升及其对眼部并发症的影响，以及目前使用的抗糖尿病药物在预防进展为糖尿病并发症方面的局限性，本研究的设计目标如下：

确定在链脲佐菌素 (STZ) 诱导的糖尿病大鼠中，与单独使用 GA 相比，GA 和 GBL 联合疗法实现更好血糖控制（使用血糖和糖化血红蛋白 -HbA1C 作为标记）的可能性；

评估多种疗法对体重、血清胰岛素、稳态模型评估胰岛素抵抗（HOMA-IR）、氧化应激指数（丙二醛-MDA）、抗氧化状态（超氧化物歧化酶-SOD、谷胱甘肽过氧化物酶-GPx、还原型谷胱甘肽）的影响–糖尿病大鼠血清中的GSH、谷胱甘肽-S-转移酶-GST）、氧化应激指数（MDA）和炎症标志物（核因子κB-NFkB、TNF-α、诱导型一氧化氮合酶-iNOS、VEGF）；

确定联合疗法对糖尿病大鼠角膜组织学变化的影响。

方法
化学品
本研究使用的酶联免疫吸附测定（ELISA）试剂盒是中国Elab Science公司的产品。本文未逐项列出的其他使用的化学品/试剂也具有最高的分析质量。

动物
本研究购买 30 只雄性白化 ​​Wistar 大鼠（6 周龄，体重 130 至 150 g）。将大鼠单独饲养在不锈钢笼中，光照/黑暗周期为 12 小时，温度为 22°C ± 2°C，并让其适应饮食和环境两周。本研究获得三门峡市中心医院动物伦理委员会的伦理批准（研究伦理批准号211B01）。遵循美国国立卫生研究院报告的所有实验动物护理和处理指南。

诱发糖尿病
适应期后，通过将 0.1 g STZ 溶解在 5 mL 新鲜制备的 0.1 M、pH 4.5 柠檬酸钠缓冲液中来制备 STZ 溶液。禁食过夜后，立即将溶液注射至24只大鼠腹腔内，剂量为65mg/kg体重，其余6只大鼠作为对照。随意向大鼠提供5%的葡萄糖水，并在第二天将其除去，以部分保护大鼠的胰腺β细胞免受STZ引起的低血糖的影响并防止早期死亡。

注射 STZ 7 天后，使用血糖仪空腹血糖浓度 = 200 mg/dL，确认为 1 型糖尿病。18 只大鼠被证实患有糖尿病，而其余服用 STZ 的大鼠被排除在研究之外。

实验设计
将大鼠（对照组和糖尿病大鼠）分为四组，每组六只大鼠，并进行如下治疗：

第1组（对照）：接受大鼠颗粒和蒸馏水；

第2组（糖尿病）：接受大鼠颗粒和蒸馏水；

第3组(GA)：给予大鼠颗粒并口服溶解于蒸馏水中的GA(10mg/kg)；

第4组（GA+GBL）：接受大鼠颗粒，GA（10mg/kg，口服）和GBL（5mg/kg，口服）溶解在蒸馏水中。

本研究选择的 GA 和 GBL 剂量是基于之前的研究19,21。每周测量大鼠的体重，每天测量它们的采食量。进行三个月的治疗或饮食，然后将大鼠禁食过夜，并在第二天，使用通过刺破尾巴获得的血液，用血糖仪测定它们的血糖浓度。还记录了他们的最终体重。随后用氯胺酮（90 mg/kg）和赛拉嗪（5 mg/kg）麻醉大鼠，并从其心脏抽血。

采集的血液样本分为两部分。第一部分保存在普通管中，离心（3,000 × g，10 分钟）以获得血清，分析胰岛素、总蛋白、白蛋白、SOD、GPx、GSH、GST、MDA、NFkB、TNF-a、 iNO 和 VEGF 浓度。第二部分血液放入肝素管中用于 HbA1C 分析。

组织学眼睛的准备
收集大鼠的右眼并吸干。随后将它们固定在 10% 福尔马林固定液中并用于组织学研究。将固定的眼组织切成1cm厚并放入盒中。随后，对它们进行加工，包埋在熔融石蜡中，并冷却形成石蜡块。将块切成 5 μm 的切片并用苏木精和伊红 (H&E) 染色，以便在光学显微镜下观察。在光学显微镜（Olympus BX51，日本）下以×400拍摄角膜病理照片。

测定血清胰岛素浓度、胰岛素抵抗和血 HbA1C
使用胰岛素测定试剂盒（Monobind Inc.）进行胰岛素测定，结果以μU/mL报告。使用方程式计算胰岛素抵抗的稳态模型评估（HOMA-IR）。125：

(1)
大鼠血液中 HbA1C 浓度的测定是按照 Karl 等人的方法进行的26程序。

血清中血清总蛋白和白蛋白的测定
使用各自的试剂盒（Biosystems 试剂盒）按照制造商描述的方案测定大鼠血清中总蛋白和白蛋白的浓度。

血清中抗氧化状态和脂质过氧化的测定
使用 Winterbourn 等人的方法测量大鼠血清中的 SOD 活性27方法。结果以每毫升单位报告。按照 Dogan 等人的方法测量大鼠血清中的 GPx 活性28方法，结果以每毫升单位报告。使用 Annuk 等人的方法分析还原型谷胱甘肽 (GSH) 的浓度29方法，结果以 µmol/mL 报告。使用 Habig 等人的方法测量 GST 活动30方法，结果以单位/mL 报告。按照 Ohkawa 等人的方法对大鼠血清中的脂质过氧化进行了分析31方案，结果以 nmol 的 MDA/mL 表示。

血清中促炎细胞因子的测定
采用ELISA试剂盒测定大鼠血清中细胞因子-NFkB、TNF-a、iNOs和VEGF的浓度（大鼠NF-kB ELISA试剂盒：CUSABIO；大鼠TNF-a ELISA试剂盒：Elabscience；大鼠iNOS） ELISA 试剂盒：CUSABIO；和大鼠 VEGF ELISA 试剂盒：CUSABIO），遵循制造商描述的方案。获得的结果分别表示为 NFkB 和 TNF-a 的 pg/mL、iNOS 的单位/mL 和 VEGF 的 pg/mL。

统计分析
使用 IBM Statistical Package for the Social Sciences 23 软件（SPSS，芝加哥，伊利诺伊州，美国）进行统计分析。数据报告为平均值±标准误差。进行单因素方差分析（ANOVA）检验，并使用邓肯多重范围检验进行事后多重比较。统计显着性设定为 p < 0.05。图表是使用 GraphPad Prism 版本 9.5.1（GraphPad Software Inc.，圣地亚哥，加利福尼亚州，美国）生成的。

结果
大鼠血糖浓度
图1显示了GA或GA和GBL对STZ诱导的糖尿病大鼠血糖浓度的影响。数据呈现于图1显示，与对照组相比，糖尿病大鼠的血糖浓度显着升高（P<0.05）。与糖尿病组相比，补充 GA 或 GA 和 GBL 显着降低了大鼠的葡萄糖浓度。此外，与仅接受GA的大鼠的血糖浓度相比，补充GA和GBL的大鼠的血糖浓度显着降低(P<0.05)。

图1
没食子酸和格列本脲对链脲佐菌素糖尿病大鼠血糖浓度的影响。
血液 HbA1C、血清胰岛素浓度和胰岛素抵抗
图2显示了GA或GA和GBL对STZ诱导的糖尿病大鼠血液HbA1C浓度的影响。与对照组相比，糖尿病大鼠的 HbA1C 浓度显着增加（P < 0.05）。与糖尿病组相比，补充 GA 并未显着降低 (P > 0.05) 大鼠的 HbA1C 浓度，但与糖尿病组相比，联合给予 GA 和 GBL 却显着降低 (P < 0.05) 大鼠的 HbA1C 浓度。此外，与仅接受GA的大鼠的HbA1C浓度相比，补充GA和GBL的大鼠的HbA1C浓度显着降低（P < 0.05）。

图 2
没食子酸和格列本脲对链脲佐菌素糖尿病大鼠血液中糖化血红蛋白 (HbA1C) 浓度的影响。
图3显示GA和GBL对STZ糖尿病大鼠血清胰岛素浓度的影响。与对照组相比，糖尿病组的胰岛素浓度显着降低（P < 0.05）。然而，与糖尿病组相比，补充 GA 或 GA 和 GBL 显着增加了大鼠的胰岛素浓度（P < 0.05）。此外，给予GA和GBL的糖尿病大鼠的血清胰岛素浓度显着高于仅接受GA的糖尿病大鼠的血清胰岛素浓度（P<0.05）。

图3
没食子酸和格列本脲对链脲佐菌素糖尿病大鼠血清胰岛素浓度的影响。
图4显示GA和GBL对STZ糖尿病诱导的糖尿病大鼠HOMA-IR的影响。与对照组相比，糖尿病组的 HOMA-IR 值显着增加（P < 0.05）。相反，给予GA或GA和GBL联合治疗的糖尿病大鼠的HOMA-IR值相对于糖尿病组显着降低(P<0.05)。

图 4
没食子酸和格列本脲对链脲佐菌素糖尿病大鼠胰岛素抵抗稳态模型评估 (HOMA-IR) 的影响。
大鼠体重
表1显示GA和GBL对STZ糖尿病大鼠体重的影响。研究开始时，对照组、糖尿病组、GA 组和 GA + GBL 组的大鼠初始体重在统计学上相似。研究结束时，糖尿病组的最终体重较对照组显着下降（P < 0.05）。相反，与糖尿病组相比，GA组或GA组和GBL组大鼠的最终体重显着增加（P < 0.05）。

 缩略图
表1
没食子酸和格列本脲对链脲佐菌素糖尿病大鼠初始和最终体重的影响。
大鼠血清中总蛋白和白蛋白
表2显示GA和GBL对STZ糖尿病大鼠血清总蛋白和白蛋白浓度的影响。与对照组相比，糖尿病组血清总蛋白和白蛋白浓度显着降低（P < 0.05）。相反，与糖尿病组相比，补充GA或GA和GBL显着增加(P < 0.05)大鼠血清中的总蛋白和白蛋白浓度。

 缩略图
表2
没食子酸和格列本脲对链脲佐菌素糖尿病大鼠血清总蛋白和白蛋白浓度的影响
血清中的氧化应激标记物和抗氧化状态
表3显示GA和GBL对STZ诱导的糖尿病大鼠血清中氧化应激和抗氧化状态的影响。与对照组相比，糖尿病大鼠血清MDA浓度显着升高（P < 0.05）。与糖尿病组相比，补充 GA 或 GA 和 GBL 显着降低了大鼠血清中的 MDA 浓度（P < 0.05）。

 缩略图
表3
没食子酸和格列本脲对链脲佐菌素糖尿病大鼠血清氧化应激和抗氧化状态的影响。
与对照组相比，糖尿病组血清中抗氧化标志物SOD、GPx和GSH显着降低（P < 0.05）。与糖尿病组相比，补充GA或GA和GBL显着增加(P < 0.05)大鼠血清中SOD、GPx和GSH的活性/浓度。

糖尿病大鼠血清GST活性与对照组相比无显着性差异（P>0.05）。与糖尿病组相比，补充GA或GA和GBL并未对大鼠血清中的GST活性产生任何显着变化(P>0.05)。

血清中的促炎细胞因子
GA或GA和GBL对STZ诱导的糖尿病大鼠血清中促炎细胞因子表达的影响见表 4 . 与对照组相比，糖尿病大鼠血清中 NFkB、TNF-a 和 iNOS 表达显着增加（P < 0.05）。与糖尿病组相比，补充GA或GA和GBL显着降低(P < 0.05)大鼠血清中NFkB、TNF-a和iNOS的表达。

 缩略图
表4
没食子酸和格列本脲对链脲佐菌素糖尿病大鼠血清促炎标志物表达的影响
图5显示GA或GA和GBL对STZ诱导的糖尿病大鼠血清VEGF表达的影响。与对照组相比，糖尿病大鼠血清中 VEGF 表达显着增加（P < 0.05）。

图5
没食子酸和格列本脲对链脲佐菌素糖尿病大鼠血清中血管内皮生长因子(VEGF)的影响。
与糖尿病组相比，补充GA或GA和GBL引起大鼠血清中VEGF表达显着降低(P<0.05)。此外，与对照组相比，给予GA或GA和GBL的糖尿病大鼠血清VEGF浓度也显着增加（P < 0.05）。

组织学结果
图6显示GA或GA和GBL对STZ诱导的糖尿病大鼠的角膜组织学的影响。

图6
没食子酸和格列本脲对链脲佐菌素糖尿病大鼠角膜组织学的影响。（a）对照（苏木精和伊红）（× 400）的角膜组织学显示多层结构，显示具有胶原纤维（CF）和介入成纤维细胞的无细胞鲍曼斯膜（BM）。（b）糖尿病组眼角膜组织学（苏木精和伊红）（×400）显示严重的角膜水肿，上皮细胞（NPC）严重坏死，无细胞鲍曼斯膜（V）严重血管化和炎症细胞浸润（我知道了）。（C）没食子酸组（苏木精和曙红）（× 400）的眼睛角膜的组织学显示，无细胞鲍曼氏膜有轻度再生和轻度血管化（V） 。（d）没食子+格列本脲组（苏木精和伊红）（×400）的眼角膜组织学显示再生证据，上皮细胞和成纤维细胞（圈出的区域）活跃出现，除了非常轻微的血管化（V） ）的无细胞鲍曼氏膜，否则正常。
讨论
在这项研究中，糖尿病组服用 STZ 会引起大鼠显着的慢性高血糖，这一点从其循环葡萄糖和 HbA1C 浓度升高即可看出。

据报道，长期暴露于高血糖有利于蛋白质（血红蛋白、白蛋白和低密度脂蛋白）的非酶糖化，导致早期和晚期糖化终产物（AGE）的形成14,32,33。这些糖基化终产物被认为是由不受控制的 DM 引起的角膜和其他眼部并发症的原因34。HbA1C 是一种早期糖基化终产物，其测定用于诊断长期糖尿病并评估糖尿病个体的血糖控制情况35,36。此外，据报道，糖尿病患者 HbA1C 浓度升高会使角膜容易出现上皮屏障功能障碍，从而导致角膜并发症37。

研究表明，GBL 增强了 GA 的抗高血糖特性，这一点从本研究中获得的 GA 和 GBL 组合与单独 GA 相比具有更高的血糖降低作用中可以看出。此外，虽然补充 GA 并没有降低大鼠升高的 HbA1C 浓度，但 GA 和 GBL 的组合消除了大鼠升高的 HbA1C 浓度，这表明与 GA 单一疗法不同，GA 和 GA 组合后的血糖控制效果更好。与 GA 和 GBL 联合治疗不同，单独使用 GA 治疗的持续时间很可能不足以使糖尿病大鼠的 HbA1C 显着降低，这证实了之前关于联合治疗在治疗 DM 中的益处的报道21,23,24。

在这项研究中，糖尿病大鼠的血清胰岛素浓度降低，胰岛素抵抗指数（HOMA-IR）值升高。众所周知，STZ 糖尿病模型会导致胰腺 β 细胞受损，导致循环中胰岛素的合成和释放减少。此外，已经确定胰岛素抵抗和胰岛素分泌减少是导致 DM 发病的关键参数36。因此，这可能解释了糖尿病组循环胰岛素减少和 HOMA-IR 值增加的原因38。

研究进一步表明，糖尿病大鼠中血清胰岛素浓度降低和 HOMA-IR 值升高在补充 GA 后得到逆转。Gandhi 等人也给出了关于 GA 对循环胰岛素和 HOMA-IR 值的调节的类似报告。39对糖尿病大鼠。此外，联合给予GA和GBL进一步增强了GA的胰岛素分泌作用，并降低了糖尿病大鼠的HOMA-IR值，表明在本研究中使用的剂量下，GA和GBL之间存在协同相互作用。事实上，GBL 是一种磺酰脲类药物，可通过刺激胰腺 β 细胞释放胰岛素来减轻高血糖40。正如本研究中所获得的，该研究表明，刺激胰岛素分泌和敏感性是 GA 和 GBL 多疗法抗糖尿病作用的可能机制。

目前的研究进一步表明，糖尿病组的体重明显减轻，补充 GA 或 GA 和 GBL 组合后，体重减轻有所减轻。糖尿病大鼠的体重减轻可能是由于结构蛋白的分解代谢（在没有胰岛素的情况下）导致肌肉消耗增加，以弥补用作能量来源的碳水化合物的不可用41。相反，给予GA或GA和GBL的大鼠体重增加可归因于由于GA或GA和GBL组合减轻高血糖而导致蛋白质分解代谢减少。

本研究表明，糖尿病大鼠血清中总蛋白和白蛋白浓度降低，而补充 GA 或其与 GBL 组合后，总蛋白和白蛋白浓度升高。在糖尿病期间，蛋白质分解代谢增加，释放氨基酸作为能量来源（通过糖异生），以弥补可用作能量来源的碳水化合物的不可用41–43。这可能解释了观察到的糖尿病组血清总蛋白和白蛋白浓度的下降。给予GA或其与GBL组合的大鼠血清中总蛋白和白蛋白浓度的增加可能归因于GA或其与GBL组合减轻高血糖，导致蛋白质分解代谢减少。

糖尿病患者的血液持续暴露于氧化应激，因为血红蛋白的自动氧化不断产生ROS。产生的ROS反过来攻击脂质膜的多不饱和脂肪酸，导致脂质过氧化物和MDA的产生44，耗尽人体的抗氧化防御系统。据报道，高血糖引起的细胞内抗氧化状态的改变和全身氧化应激的增加会影响角膜的结构和功能，导致糖尿病角膜上皮伤口愈合延迟和严重的上皮细胞损伤2,45,46。

本研究表明，糖尿病组血清中氧化应激增加，脂质过氧化产物 MDA 血清浓度增加，但糖尿病组血清中抗氧化防御系统 SOD、GPx 和 GSH 浓度降低。单独的 GA 或其与 GBL 的组合显示出减轻 STZ 诱导的全身氧化应激的能力，从用 GA 或 GA 和 GBL 治疗的糖尿病大鼠中 MDA 血清浓度降低可以看出，但抗氧化防御系统 - SOD、GPx 和 GSH 增加。

未经治疗的糖尿病大鼠和给予GA或GA和GBL的糖尿病大鼠血清GST活性的非显着变化在当前的研究中无法解释，但值得注意。

据报道，低度慢性炎症在糖尿病及其相关并发症（包括糖尿病性角膜病）的发展中发挥着重要作用47。尽管低度全身炎症可导致糖尿病角膜并发症的情况尚未完全明确，但有人建议，在抗炎药物的辅助下全身控制糖尿病可以改善眼表健康48。NFkB 是一种氧化应激激活的氧化还原转录因子。NFkB 的激活会诱导其他促炎介质的释放，例如 TNF-a 等48,49。TNF-a 在维持包括角膜在内的组织中的炎症反应和增加 ROS 生成方面发挥着关键作用2,12,50,51。TNF-a 的激活会触发巨噬细胞中 iNOS 的激活1。据报道，这些活性氧和炎症介质的产生增加会导致角膜氧化损伤32,34,51。

正如本研究中所观察到的，STZ 诱导引发了糖尿病组的全身炎症，糖尿病组血清中 iNOS 以及促炎细胞因子 NFkB 和 TNF-a 表达增加就证明了这一点，而补充 GA 后这种现象被消除或其与GBL的组合。

在给予GA或GA和GBL组合的糖尿病大鼠中，NFkB和TNF-α的血清浓度降低以及血清iNOS活性降低表明GA或GA和GBL联合疗法具有抗炎特性。

据报道，促血管生成分子 VEGF 在角膜新生血管形成中发挥重要作用52并促进角膜的形态变化，从而导致其功能下降2,12。正如本研究中所见，STZ 诱导导致糖尿病大鼠血清 VEGF 浓度升高，经过 GA 或 GA 和 GBL 联合疗法治疗后，这种情况得到缓解。

据报道，许多全身抗氧化和抗炎疗法，如 β 胡萝卜素（一种抗氧化剂）、Resolvin-D1（一种抗炎类二十烷酸）、依那普利（一种 ACE 抑制剂）和 α 硫辛酸（一种抗氧化剂）对口服给药可减轻糖尿病大鼠的角膜变性48,53–55。这些研究和更多研究支持早期的报告，即糖尿病的全身治疗是治疗任何糖尿病相关并发症（包括糖尿病角膜并发症）的焦点48。

先前研究中糖尿病大鼠的角膜切片44,56表现出严重的退行性变化，如水肿、胶原纤维降解和角膜新生血管形成，这与本研究的结果一致。在糖尿病组的角膜组织学中发现，脱细胞鲍曼氏膜严重血管化、角膜水肿和角膜纤维化表明他们有发生糖尿病角膜并发症的风险。GA或其与GBL联合治疗显着恢复了角膜的组织学特征，表明GA或GA和GBL联合疗法对STZ糖尿病引起的角膜病理具有保护作用。

据我们所知，这是第一份关于 GA 和 GBL 联合给药对糖尿病大鼠高血糖、全身氧化应激、炎症和角膜组织学变化影响的报告。

本研究的局限性在于，无法确定接受 GA 或 GA 和 GBL 治疗的糖尿病大鼠角膜组织学变化改善的分子基础。此外，我们无法确定糖尿病大鼠角膜中的氧化应激和炎症标志物。建议进一步研究以确定 GA 或 GA 和 GBL 对糖尿病大鼠角膜氧化应激和炎症标志物的影响，并了解接受这些干预措施治疗的糖尿病大鼠角膜组织学变化改善的分子基础。

结论
研究表明，GA 和 GBL 联合疗法比单独使用 GA 能更好地控制血糖。此外，GA 或其与 GBL 的组合在糖尿病大鼠中表现出抗氧化和抗炎特性。

最后，该研究显示了 GA 或 GA 和 GBL 联合疗法在减轻糖尿病引起的实验大鼠角膜组织学变化方面的潜力。